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Exámen oftalmológico y pruebas complementarias en reptiles

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  • Exámen oftalmológico y pruebas complementarias en reptiles

    Autor: A. Bayón, N.J. Brotóns, A. Albert, J. Talavera
    Fuente: Ver referencias.

    Las pautas de examen oftalmológico en reptiles, aunque con algunas particularidades, no difieren en lo esencial de las realizadas en mamíferos o aves (9). En primer lugar debe recogerse una historia clínica completa donde se reflejen la reseña y antecedentes clínicos del animal, así como el hábitat (tipo de terrario, control de la temperatura, tipo de luz, etc.) y la alimentación. Mientras se está realizando la anamnesis se recomienda que el animal esté lo menos sujeto posible, con el fin de poder valorar su agudeza y estado de alerta visual así como su comportamiento en general. Posteriormente, el examen ocular se englobará dentro del examen físico general del animal.

    - Inspección: Es preciso un conocimiento profundo de la anatomía y del comportamiento de estas especies, aunque lo ideal es efectuar el examen oftalmológico sin el uso de agentes sedantes o anestésicos, ya que pueden interferir en la secreción lagrimal o reflejos. Sin embargo, para la exploración de especies venenosas o muy agresivas, es recomendable la sedación e, incluso, la ancstesia (21). En general, la sedación en reptiles se efectúa mediante ketamina (Imalgene 1000®, Rhòne Mérieux) a dosis de 22-24 mg/kg IV, 1M o Sc. Para la anestesia puede utilizarse el mismo producto a una dosis de 55-88 mg/kg IV, 1M o se previa inoculación de O,O1-0,04 mg/kg 1Mde atropina, 15 minutos antes de inocular la ketamina.

    La administración de atropina es útil en reptiles de pequeño tamaño ya que disminuye las secreciones y, por tanto, el peligro de muertes por problemas respiratorios. De esta forma, la anestesia se prolongará durante un período aproximado de 20 minutos(2).

    La exploración de las estructuras del segmento anterior y estructuras perioculares (párpados, espéculo, espacio subespecular, córnea, cámara anterior, iris y cristalino) se efectúa mediante un foco de luz, oftalmoscopio directo (con una lente de +250 o +400) y biomicroscopio. Este último es necesario debido al reducido tamaño de los ojos de los reptiles, ya que permite una buena amplificación (Figs. 5 y 6), pues, de lo contrario, la mayor parte de las lesiones en especies pequeñas pasarían desapercibidas(21, 27). Para ello, es útil la ayuda de un experto en el manejo de estos animales que permita al clínico manejar con facilidad el aparataje necesario en la exploración.

    En serpientes, es importante examinar el techo de la cavidad bucal en la parte adyacente al órgano vomeronasal en afecciones del espacio córneoespecular.


    - Reflejos: Se exploran generalmente el reflejo de amenaza y el reflejo directo y consensual. En estas especies la ausencia del reflejo de amenaza no implica necesariamente ceguera, al igual que ocurre en mamíferos muy jóvenes. La exploración de los reflejos directo y consensual se efectúa en una habitación oscura con un potente foco de luz.

    El primero es muy rápido; sin embargo, el segundo puede no producirse o aparecer con una pupila más dilatada que la del ojo estimulado. Este hecho no debe confundirse con un déficit neurológico, ya que existe un control voluntario de la musculatura del iris (21,30,33).


    Dada la dificultad para mantener los párpados abiertos, fundamentalmente en especies con un potente cierre palpebral, puede ser necesario realizar un bloqueo de la inervación del músculo orbicular para poder explorar las estructuras oculares.

    Este procedimiento se efectúa mediante la inyección de lidocaina se al 2% en la parte dorsal y lateral del ojo (29), ya que el curso de las ramas palpebrales o auriculopalpebrales del nervio facial es similar a las especies doméstícas(28).

    - Test de Schirmer: En reptiles con párpados se puede utilizar este test para valorar la cantidad de secreción lagrimal, adecuando la tira al tamaño ocular(21).

    - Tinciones: El uso de fluoresceína en colirio permite poner de manifiesto lesiones en la córnea o posibles obstrucciones en el aparato lagrimal.

    La tinción con rosa Bengala se efectúa cuando existen evidencias de queratitis(21).

    - Citologías y cultivos: Pueden ser necesarias cuando se sospecha un problema infeccioso o la presencia de ácaros en las estructuras perioculares(11 ,21).

    - Tonometría: Existen escasos datos en la literatura sobre la presión intraocular en reptiles. La tonometría por indentación es difícil de realizar debido al pequeño tamaño ocular, potente cierre palpebral de algunas especies y también por la postura que deben adoptar los animales y que soportan mal. El método más idóneo es la tonometría por aplanamiento (Tono Pen® XL) (Fig. 7), debido al reducido tamaño del extremo que se aplica sobre el ojo (sonda de acero). En el cocodrilo (Alligator mississippiensis), con longitudes comprendidas entre 46 y 117 cm, los valores de
    presión intraocular oscilaron entre 8 y 30 mm Hg (los valores más bajos correspondieron a los animales de mayor longitud)(39). En la iguana verde nosotros hemos obtenido, también, un rango de valores de presión intraocular muy amplio, que osciló entre 9 y 32 mm Hg.

    - Oftalmoscopía directa e indirecta: El examen del segmento posterior es complicado a causa de la rápida y fuerte contracción del iris. Debido a las particularidades de la musculatura del iris, la midriasis puede conseguirse mediante anestesia general, inyecciones intraoculares de 0,05-0,1 ml de d-tubocurarina (d-tubocurarine chloride ®, Sigma Chemical Ca) (20 mg/ml), o aplicación tópica de esta última en colirio. Las inyecciones intraoculares se realizan en el limbo esclerocorneal y cranealmente al iris mediante agujas de 27G-30G. Generalmente, la midriasis suele durar de 30 minutos a varias horas, tiempo suficiente para realizar la exploración mediante un oftalmoscopio directo, indirecto o también mediante un retinóqrafo(11, 27). En serpientes, las inyecciones intraoculares de d -tubocurarina no son efectivas(30). La oftalmoscopía directa es el método más frecuente de exploración, aunque no es el mejor en los reptiles, utilizándose inicialmente para un examen rápido. Cuando se sospeche de alguna lesión, se utilizaría la oftalmoscopía indirecta, ya que permite explorar un área muy amplia del fundus (con una imagen invertida). Además, permite al clínico mantener alejada su cara de la cabeza del reptil. La lente utilizada depende del tamaño de los animales, 200-300 en reptiles grandes o 900 en pequeñas especies(21).

    - Retinografía: Permite visualizar el fondo del ojo solamente en grandes especies debido a que, en ojos muy pequeños, la distancia focal no es la adecuada.

    - Electrorretinografía y medida de los potenciales visuales: La primera se utiliza para objetivar el funcionamiento de la retina, y la segunda, para explorar el funcionamiento de los centros corticales de la visión(33).Se han descrito algunos estudios en iguanas, geco tokay y tortugas en condiciones fisiológicas, y también en cocodrilos intoxicados por mercurio(14).

    - Ultrasonografía: Esta técnica no invasiva de diagnóstico se utiliza fundamentalmente en oftalmología cuando la opacificación de estructuras anteriores (córnea, cámara anterior, cristalino) dificultan la visualización de estructuras profundas (cámara vítrea y retina). Asimismo, ofrece información en biometría ocular y patologías de la órbita.

    No obstante, en la literatura existen escasos datos de la aplicación de esta técnica en la exploración ocular en reptiles; solamente se ha publicado el diagnóstico de una variz orbital en una iguana con un exoftalmo't'". La técnica de examen es igual a la realizada en pequeños animales: se instila una gota de anestésico local y, posteriormente, una abundante capa de gel en la zona ocular, aplicándose el transductor (7,5-10 MHz) directamente sobre el ojo. En la iguana verde, mediante la ecografía bidimensional, se observan las siguientes estructuras desde el exterior hacia el interior (Fig.8A): córnea, cámara anterior, cápsula anterior del cristalino, lente, cápsula posterior del cristalino y cámara vítrea. En el interior de esta última se observa una estructura hiperecógena, llamada cono papilar, que parte de la papila óptica y llega muy cerca del cristalino. Se trata de una estructura muy vascularizada, cuya función es la nutrición de la retina. Mediante el Ooppler flujo color se puede observar la vascularización, tanto del cono papilar como de la órbita (Fig. 8B).


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ID:	70965 Fig. 8. Ecografía ocular corte sagital modo BD (A) YDoppler flujo color (B) en una iguana verde (Iguana iguana) normal, donde se observan las diferentes estructuras del ojo. CA = cámara anterior; C = cristalino; CP = cono papilar. Mediante el Doppler flujo color (B) se pone de manifiesto la vascularización del cono papilar (color rojo) que avanza desde el nervio óptico y atraviesa el vitreo. A la derecha del globo ocular se puede observar el flujo de una arteria ciliar.
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ID:	70966 Fig. 9. Ojo izquierdo de una iguana verde (Iguana iguana) con una blefaritis bacteriana (Pseudomonas spp.).

    - Radiología: Se utiliza en oftalmología de forma preliminar a otras técnicas de imagen (ultrasonografía, tomografía axial computerizada y resonancia magnética) en la valoración de la órbita y cráneo(33,35).


    - Tomografía axial com****dorizada: Proporciona imágenes en detalle de las estructuras contenidas en la órbita (globo ocular, músculos extraoculares, nervio óptico), así como los huesos. Ofrece datos importantes en el diagnóstico de neoplasias orbitales, procesos inflamatorios y traumáticos(33).


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ID:	70968 Fig. 10. Ácaro (Ophionyssus natricis) obtenido de las escamas perioculares de una culebra viperina (Natrix maura).
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ID:	70967 Fig. 11. Ojo izquierdo de una iguana verde (Iguana iguana) con blefaritis de origen traumático.
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ID:	70970 Fig. 12. Ojo izquierdo de una iguana verde (Iguana iguana) con blefaritis
    traumática; se observa además una hemorragia esderal.
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ID:	70969 Fig. 13. Ojo derecho de un galápago de Florida (Trachemys scripta elegans)
    que presenta hipertrofia de la glándula de Harder.
    - Resonancia magnética: En pequeños animales se está utilizando fundamentalmente en neuroftalmología, debido a la buena resolución que proporciona para la valoración de los tejidos
    blandos(33).

    Referencias


    2. Bennet RA, En: Mader DR. Reptile Medicine and Surgery. WB Saunders Company. Philadelphia, 1996: 241-247.
    9. Dupont C, Murphy CJ. Ocular Disorders in Reptiles. En: Ackerman L. The biology, husbandry and health care of
    11. Frye FL. Reptile Careo An atlas of diseases and treatments. Volume Il.
    14. Heaton-Jones T, Samuelson D, Brooks D. Mercury analysis in the eye and visual pathways of the American alligator. Inuest Ophtha/mo/ Vis Sci 1994;35: 1514-1520.
    21. Lawton MPC. Introduction to reptilian ophthalmology. Proceedings ARAV Missouri, 1998: 115-117.
    27. Millichamp NJ. Oftalmología de reptiles. En: Bonagura JD, Kirk RW Terapeútica veterinaria de pequeños animales. McGraw-Hilllnteramericana. México, 1997: 1469-1473.
    28. Millichamp NJ. Management of ocular disease in exotic species. Sem Auian Exotic Pet Med 1997; 6: 152-159.
    29. Millichamp NJ, Jacobson ER. Ophthalmíc diseases of reptiles. En: Kirk RW. Current Veterinary Therapy IX. Small Animal Practice. Saunders. Philadelphia, 1986: 621-624.
    30. Millichamp NJ, Jacobson ER, Dan Wolf E. Diseases of Ihe eye and ocular adnexae in reptiles. Jn/ Am Vet Med Assoc 1983; 11: 1205-1212.
    33. Peruccio C, Pizzirani S, Peiffer RL. Diagnostics. En: Peiffer RL, Petersen- Joner SM. Small Animal Ophthalmology. A problem-oriented approach. WB Saunders Company. London, 1997: 13-26.
    35. Slatter D. Fundamentos de oftalmologia. 2' ed. Intermédica. Buenos Aires, 1992: 667-680.
    39. Whittaker CJG, Heaton-Jones TG, Kubilis MS, Smith PJ, Brooks DE Kosarek C, Mackay EO, Gelatt KN. Intraocular pressure variation with body Length in young American alligators (AlIigator mississippiensis). Am J Vet Res 1995; 56: 1380-1383. .
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